EFEITO TERATOGÊNICO E NEUROTÓXICO DO HERBICIDA ATRAZINA EM EMBRIÕES E LARVAS DE PHYSALAEMUS GRACILIS (ANURA: LEPTODACTYLIDAE)

Resumo

1 Introdução

As concentrações de agrotóxicos na água em geral são elevadas e no caso do herbicida Atrazina, as maiores quantidades são detectadas em águas de ambientes lênticos.  Segundo Santos (2010), desde 1970 estudam-se os efeitos letais e subletais deste agrotóxico nos vertebrados, contudo, atualmente ainda procura-se compreender seus mecanismos de toxicidade.

Dentre os vertebrados que podem sofrer os efeitos do herbicida tem-se os anfíbios, visto que vivem em ambientes lênticos, possuem ciclo de vida bifásico (aquático e terrestre), ovos e pele permeáveis.

2 Objetivo

O objetivo deste estudo foi avaliar a toxicidade aguda e crônica do herbicida Atrazina, na fase embrionária e larval de Physalaemus gracilis (Anura: Leptodactylidae).

3 Metodologia

O agrotóxico testado foi o herbicida Atrazina na formulação comercial Atrazina Siptran® SC 500g/L. Para obtenção dos embriões, coletaram-se as desovas totais, com menos de 24 horas de oviposição, no lago da Universidade Federal da Fronteira Sul (Erechim – RS). Após, estas foram colocadas em aquários de 15 litros, com água de poço artesiano previamente analisada, e em condições controladas de laboratório.

Os ensaios iniciaram quando os embriões encontravam-se nos estágios 19 de Gosner (1960) e foram feitos em microplacas de crescimento celular, constituídas de 24 poços com capacidade de 2 ml cada. Dos 24 poços, 4 eram destinados ao controle negativo e os 20 restantes, as concentrações de Atrazina. Em cada poço colocaram-se 2 ml da concentração testada ou da água potável de poço artesiano, para o caso do controle e, um embrião por poço. O monitoramento da mortalidade ocorreu a cada 24 horas, onde observava-se os indivíduos em estereomicroscópio. Fez-se um controle negativo para cada concentração testada e os indivíduos não foram alimentados durante o teste. Realizou-se o teste agudo, com duração de 96 horas, e teste crônico, com duração de 168 horas. No teste agudo, a fim de determinar a concentração letal média (Cl₅₀) testaram-se 26 concentrações de Atrazina: 40; 45; 50; 55; 60; 65; 75; 85; 95; 105; 115; 125; 135; 145; 155; 165; 185; 195; 205; 225; 245; 265; 295; 355; 415 e 475 mg/L e no teste crônico, com a finalidade de avaliar o efeito subletal do herbicida, foram testadas 18 concentrações: 0,45; 0,9; 1,0; 1,7; 4,5; 8,5; 10; 25; 50; 60; 70; 80; 115; 125; 135; 145; 155 e 165 mg/L.

Para o teste crônico, utilizou-se a mesma metodologia do teste agudo, com exceção do período de exposição, da alimentação dos indivíduos, com ração de peixe, ao atingirem o estágio 23 de Gosner (nesta fase ocorre à formação completa da boca) e das observações quanto a efeitos teratogênicos e neurotóxicos. Para análise dos dados estatisticamente, utilizou-se o método de Spearman-Karber e os testes de Mann-Whitney e de Kruskal-Wallis.

4 Resultados e Discussão

No teste agudo, determinou-se que a Cl₅₀ de Atrazina para embriões de Physalaemus gracilis foi de 229,43 mg/L e através do teste de Mann-Whitney, verificou-se que não houve influência da concentração (H _9,40 = 14,04; p = 0,12) e do tempo (H _3,40 = 5,54; p = 0,14) na mortalidade dos embriões. Com isso, constatou-se que a Atrazina é um herbicida com baixa toxicidade, uma vez que a CL₅₀ encontrada está bem acima dos níveis usados pelo Globally Harmonized System of Classification and Labelling of Chemicals, onde baixa toxicidade é considerada uma CL₅₀ >10 mg/L.

No teste crônico, as concentrações subletais não afetaram o desenvolvimento dos indivíduos, visto que, tanto os organismos expostos quanto os do controle estiveram no mesmo estágio de desenvolvimento durante o período de ensaio. Entretanto, ao contrário das concentrações (H_17,126 = 9,6; p =  0,92), o tempo de exposição influenciou significativamente na mortalidade dos embriões (H_6,126 = 40,43; p = 0,00) e houve diferença significativa na mobilidade dos indivíduos expostos em relação ao controle (U= 91,00; z = 2,24; p = 0,025). Estas alterações de mobilidade consistiram em contrações espasmódicas (57,09% das larvas) e mobilidade reduzida ou mobilidade estimulada (12% das larvas).

Quanto a teratogênese, a ocorrência desta foi significativa nos indivíduos expostos em relação ao controle (U= 87,50; z = 2,36; p = 0,018). Das larvas que desenvolveram-se a partir dos embriões expostos, 53,72% apresentaram alterações na morfologia da boca, devido a redução do número de keratodonts e ausência de partes do lábio; 56,59% continham edemas; 57,43% apresentaram intestino em formato de linha reta, diferente do formato normal que é em espiral; e 1,18% possuíam a coluna torta.

Além da teratogênese, de acordo com Svartz, Herkovits e Pérez-Coll (2012), o herbicida Atrazina pode causar efeitos neurotóxicos em anfíbios, como contrações espasmódicas e natação anormal. Isto também foi observado em Rhinella arenarum (SVARTZ; HERKOVITS; PÉREZ-COLL, 2012), Rhinella schneiderie e Physalaemus nattereri (PÉREZ - IGLESIAS, 2015). Desta forma, a alteração da mobilidade observada é indicativo de efeito neurotóxico da formulação comercial testada.

5 Conclusão

Apesar do herbicida apresentar baixa toxicidade devido ao alto valor da CL₅₀, as concentrações  subletais demonstraram que ele tem potencial de causar  efeito teratogênico e neurotóxico nos indivíduos expostos. Contudo, são necessários mais estudos na área e com outras espécies de anfíbios, a fim de extrapolar os resultados a nível ambiental e biológico.